angol-magyar
kétnyelvű tudományos folyóirat
HUN / ENG

Molekuláris biológia


Serratia fajok jellemzése, valamint Serratia marcescens kvalitatív kimutatása nyers és pasztőrözött tejből polimeráz láncreakción alapuló vizsgálati módszerrel

Cikk letöltése PDF formátumban

Serratia fajok jellemzése, valamint Serratia marcescens kvalitatív kimutatása nyers és pasztőrözött tejből polimeráz láncreakción alapuló vizsgálati módszerrel

DOI: https://doi.org/10.52091/EVIK-2021/2-4-HUN

Érkezett: 2020. július – Elfogadva: 2020. december

Szerzők

1 Magyar Tejgazdasági Kísérleti Intézet Kft., Mosonmagyaróvár
2 Széchenyi István Egyetem, Wittmann Antal Növény-, Állat- és Élelmiszer-tudományi Multidiszciplináris Doktori Iskola, Mosonmagyaróvár
3 Széchenyi István Egyetem, Mezőgazdaság- és Élelmiszertudományi Kar, Élelmiszertudományi Tanszék, Mosonmagyaróvár

Kulcsszavak

nozokomiális fertőzés, Serratia fajok, Serratia marcescens, patogén, prodigiozin, pigment, polimeráz láncreakció (PCR), élelmiszer-diagnosztika

1. Összefoglalás

A Serratia fajok elsősorban nozokomiális (kórházhigiénés fertőzés – a Szerk.) fertőzőként ismert opportunista patogén mikroorganizmusok, amelyek élelmiszer-minőségi elváltozásokat is okozhatnak. Az extracelluláris pigment-termelő Serratia marcescens tehéntejben való megjelenése annak piros elszíneződését okozza, kihívások elé állítva a tejipart és az élelmiszer-minősítő laboratóriumokat. A baktérium kimutatása hagyományos mikrobiológiai módszereken alapuló eljárásokkal idő- és munkaigényes, ezen túlmenően sok esetben nem is vezet eredményre, a kísérő mikroflóra kompetitív gátló hatása miatt. A vonatkozó szakirodalom elemzését követően a S. marcescens kimutatása kapcsán publikált végpont PCR módszereket és alkalmazott primereket in silico és in vitro vizsgálatban értékeltük, majd az eljárást üzemi tejmintákon teszteltük. A módszer alkalmazásával összesen 60 db nyers, illetve pasztőrözött tejmintát vizsgáltunk meg, amelyeknek több mint felét (32 db-ot) azonosítottuk S. marcescens pozitívként. Munkánk jelentőségét legfőképp a publikált vizsgálati módszerek élelmiszeripari gyakorlatban való alkalmazása adja. Eredményeink felhívják a figyelmet e baktériumfaj detektálásának a fontosságára.

2. Bevezetés és irodalmi áttekintés

Napjainkban az élelmiszerek kifogástalan minősége és hosszú eltarthatósági ideje a vásárlók által támasztott alapkövetelmény. Ennek megfelelően fokozódik az igény az egyre gyorsabb, pontosabb, megbízhatóbb élelmiszer-diagnosztikai eljárások iránt is. A molekuláris diagnosztikai módszerek ezzel összefüggésben mind nagyobb teret nyernek, például a kórokozó mikroorganizmusok gyors kimutatásában. Számos gyártó állít elő polimeráz láncreakción (PCR) alapuló, patogén mikrobák azonosítására alkalmas diagnosztikai kiteket, amelyeket sikerrel alkalmaznak magyarországi élelmiszervizsgáló laboratóriumokban is. Ezek a molekuláris biológiai tesztek főleg olyan mikrobák kimutatására alkalmasak, amelyek jelenléte nagy közegészségügyi kockázatot jelent (például Escherichia coli, Salmonella Typhimurium, Listeria spp.). Kisebb figyelem irányul azokra a kórokozókra, amelyek vizsgálatát jogszabály nem teszi kötelezővé. Ilyen mikróbák például a nyers és pasztőrözött tejben előforduló Serratia fajok is.

A Serratia fajok a környezetünkben sokfelé megtalálhatók [1]. Szaprofiták, illetve opportunista patogének [2]. Fakultatív anaerob, biofilmképző élőlények [1, 3]. A S. marcescens különösen jól szaporodik foszfortartalmú környezetben (például szappanok, samponok), és ellenáll egyes fertőtlenítőszereknek is [4, 5], így különböző nozokomiális betegségek okozója lehet [6, 7, 8]. A szakirodalom beszámol a S. marcescens fokozódó antibiotikum-rezisztenciájáról is [8, 9, 10]. A baktérium tehát könnyen túlél, szaporodik, így nem megfelelő higiénés körülmények között az élelmiszerekbe kerülhet. A fogyasztói tejbe is feltehetően a higiéniai szabályok áthágása következtében juthat, ott elszaporodik és többek között az élelmiszer minőségét is rontja [1, 11, 12]. A romlást némely faj esetén jellegzetes piros színárnyalat jelezi.

A magyarországi tejágazat esetében nem állnak rendelkezésre pontos adatok arról, hogy milyen mértékű a Serratia fajok, illetve a S. marcescens elterjedtsége, és hogy mely fajok okozzák a fertőzéseket, valamint rontják a tej minőségét. Arra vonatkozóan sincs hazai felmérés, hogy milyen mértékű a tejüzemek Serratia-szennyezettsége. Néhány publikációt leszámítva nemzetközi szinten is szegényesek a rendelkezésre álló információk a tejipar Serratia érintettségéről. Ilyen kivétel egy, a finn tejtermelő gazdaságokban tapasztalt, S. marcescens okozta tőgygyulladás-járványt bemutató tudományos cikk [1], valamint egy régebbi beszámoló, amely pigmentképző Serratia fajok masztitiszben játszott szerepét tárgyalja [13].

A tej piros elszíneződéséért a következő Serratia fajok lehetnek felelősek: S. marcescens, S. rubidaea, S. plymuthica és S. nematodiphila (1. táblázat). Előfordulási gyakoriságuk szerint a S. marcescens-nek van nagyobb jelentősége. Jellegzetes pigmentjük a vörös prodigiozin, amely vízben nem oldódó másodlagos anyagcseretermék, és amely meghatározott környezeti körülmények között termelődik [14, 15, 16, 17] (1. ábra). A táptalajon megjelenő tipikus piros telepek önmagukban még nem hordoznak elegendő információt a Serratia azonosításához, ugyanis számos egyéb, nem az enterobaktériumok közé tartozó nemzetség egyes fajai szintén termelhetnek prodigiozint [14, 18].

1. táblázat. Serratia fajok és pigmenttermelésük jellemzése [19–22]
1. ábra. Serratia marcescens tisztatenyészete tripton-szója agaron (TSA) (30 °C, 48 óra)

A Serratia fajok élelmiszerekből történő kimutatására ISO szabvány jelenleg nem áll rendelkezésre. Grimont és Grimont 2006-ban megjelent könyvfejezetében [9] foglalkozik a Serratia nemzetség jellemzőivel, az izolálás és az azonosítás szempontjaival is. A klasszikus mikrobiológiai módszerekkel történő azonosítás azonban meglehetősen körülményes, és a kísérőflóra gátló hatása miatt gyakran eredménytelen is, annak ellenére, hogy a tejminta rózsaszínes elszíneződése szemmel látható. A baktérium szelektív tenyésztésére elérhetők ugyan táptalajok [47], a gyakorlatban viszont ezek használata nem nyújt kielégítő megoldást. A hagyományos eljárások ráadásul idő- és munkaigényesek.

S. marcescens meghatározására létezik kereskedelmi forgalomban lévő gyorsmódszer, például a bioMérieux cég Rapid ID 32 E elnevezésű miniatürizált tesztkészlete, amely megfelel az ISO 7218 szabvány előírásainak [48]. A vizsgálat kivitelezéséhez azonban táptalajon felnövő telep szükséges. A kimutatás nehézségeinek kiküszöbölésére a már korábban említett, PCR módszeren alapuló diagnosztikai tesztek nyújthatnának megoldást. Jelenleg azonban egyedül a Primerdesign cég Genesig fantázianevű terméke említhető S. marcescens kimutatására alkalmas molekuláris diagnosztikai egységcsomagként [49].

Az élelmiszeripari és azon belül a tejipari vonatkozású szakirodalom meglehetősen szegényes a Serratia fajok és köztük S. marcescens végpont PCR vagy real-time PCR módszerrel történő kimutatásának témakörében. Hejazi és munkatársai [50] S. marcescens szerotipizálását végezték el RAPD-PCR technikával. Vizsgálataikhoz kórházi ellátásra szoruló páciensek szerológiai mintáit használták. Iwaya és munkatársai [6] szintén vérmintákat teszteltek S. marcescens törzsekre, real-time PCR módszert alkalmazva. Zhu és munkatársai [51] S. marcescens törzsek molekuláris jellemzését RFLP és PCR módszerrel végezték, míg Joyner és munkatársai [2] real-time PCR vizsgálattal detektáltak S. marcescens törzseket tengeri és egyéb vízi környezeti mintákból (például korall nyák, szivacs pórusvíz, üledék, csatornavíz, szennyvíz és hígított szennyvíz). Bussalleu és Althouse 2018-ben megjelent tanulmánya S. marcescens azonosítására alkalmas, hagyományos végpont PCR-technikáról számol be, amely hatékonyan detektálja a mikroorganizmus jelenlétét vaddisznó spermájában [52].

Célul tűztük ki S. marcescens tejből történő kimutatására alkalmas klasszikus PCR módszer beállítását. Munkánk jelentősége abban áll, hogy a szakirodalomban leírt, PCR vizsgálaton alapuló módszereket és alkalmazott primereket elemeztük, majd a megfelelőnek ítélt eljárást átültettük az élelmiszer-higiéniai vizsgálati gyakorlatba. Kísérleteinkben üzemi, nyers és pasztőrözött tejminták elszíneződésének a hátterében álló esetleges S. marcescens szennyeződés kvalitatív meghatározását végeztük.

3. Anyagok és módszerek

3.1. In silico vizsgálatok

Szakirodalmi közlések alapján kiválasztottunk három primerpárt (2. táblázat), amelyeket számítógépes modellezéssel, ún. in silico analízis során, valamint in vitro kísérletekben értékeltünk abból a célból, hogy a későbbi PCR vizsgálatok megvalósításához megtaláljuk a legalkalmasabbat.

2. táblázat. Alkalmazott Serratia marcescens-specifikus primerpárok

In silico vizsgálatainkban a primer szekvenciák specifikusságát DNS-adatbázissal (NCBI BLAST) [54] történő összehasonlítás útján ellenőriztük. Az adatbázissal történő összevetés a homológia-keresést („blasztolás”) teszi lehetővé. Ezt követően a primerek megfelelőségét, azaz választott genomokon egy lehetséges PCR reakció megvalósulását, molekuláris biológiai szoftverrel (SnapGene 5.1.5.) teszteltük [55]. Az utóbbi esetben az NCBI adatbázisából letöltöttünk pozitív és negatív kontroll genomokat, majd a SnapGene szoftver alkalmazásával vizsgáltuk, hogy in silico módon a primerpárokkal megvalósulhat-e PCR reakció. A referenciának használt pozitív és negatív kontrollok teljes kromoszóma genomok voltak (3. táblázat).

3. táblázat. In silico elemzésben pozitív és negatív kontrollként alkalmazott baktériumtörzsek genomjai, valamint a primerpárokra adott reakcióik

* Primerek: A. Fpfs1 és Rpfs2; B. FluxS1 és RluxS2; C. Serratia2-for és Serratia2-rev.

Jelmagyarázat:

3.2. In vitro kísérletes vizsgálatok

Az in silico vizsgálatok megerősítéseként in vitro kísérleteket végeztünk, amelyek során a kiválasztott primerpárokat laboratóriumi PCR vizsgálatban teszteltük baktériumok (pozitív kontroll törzsként több S. marcescens, negatív kontroll törzsként pedig Lactobacillus delbrueckii subsp. delbrueckii, Streptococcus thermophilus, Enterococcus faecalis és Micrococcus luteus) választott törzseinek genomi DNS mintáján. A mikroorganizmusok az MTKI Kft. gyűjteményébe tartozó, üzemi környezetből származó, genetikai azonosítással meghatározott baktériumtörzsek voltak.

A PCR reakcióhoz szükséges komponensek összemérése során egy reakcióra 5,2 µL PCR tisztaságú steril vizet, 10 µL DreamTaq Green 2× PCR Master Mixet (Thermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, Egyesült Államok), 0,4–0,4 µL (10 pmol/µl) primert és 4 µL izolált bakteriális genomi DNS-t használtunk. A reakciók negatív kontrollja PCR tisztaságú steril víz volt. A PCR berendezés (Mastercycler Nexus Gradient; Eppendorf International, Hamburg, Németország) programjának paraméterei a következőképpen alakultak: 95 °C 1 perc, majd 40 cikluson keresztül 95 °C 15 másodperc, 59,5 °C 15 másodperc, 72 °C 10 másodperc, végül 72 °C 7 perc [52].

A PCR reakció során képződött DNS szakaszok méret szerinti elválasztáshoz 10 µL mintát vizsgáltunk 2%-os agaróz gélben [TBE puffer (Tris-borate-EDTA) (10×), Thermo Fisher Scientific; Agarose DNA Pure Grade, VWR International, Debrecen, Magyarország; ECO Safe Nucleic Acid Staining Soluion 20.000×, Pacific Image Electronics, Torrance, Kalifornia, Egyesült Államok]. A DNS méretmarker a GeneRuler Low Range DNA Ladder (Thermo Fisher Scientific) volt. A géldokumentálás a Gel Doc Universal Hood II géldokumentációs berendezés és program (Bio-Rad, Hercules, Kalifornia, Egyesült Államok) alkalmazásával történt.

3.3. Nyers és pasztőrözött tejminták vizsgálata

Vizsgálatainkban egyrészt olyan, üzemi nyers és pasztőrözött tejmintákat alkalmaztunk, amelyek kapcsán felmerült a S. marcescens szennyeződés gyanúja azok rózsaszínes elszíneződése miatt. Másrészt teszteltünk az előbbiekkel együtt a laboratóriumba érkezett, elszíneződést azonban nem mutató, szintén üzemi nyers és pasztőrözött tejmintákat is.

A DNS-feltáró és -tisztító folyamathoz NucleoSpin Microbial DNA kitet (Macherey-Nagel, Düren, Németország) alkalmaztunk a gyártói előírások szerint. Az eluált DNS-t tartalmazó reakciócsöveket fagyasztóban tároltuk, -20 °C-on.

A következőkben 16S rDNS polimeráz láncreakcióval kontrolláltuk a DNS izolálás megfelelőségét és a minták amplifikálhatóságát, melyhez a 27f (5’-AGAGTTGATCMTGGCTCAG-3’) és 1492r (5’-TACGGYTACCTTGTTACGACTT-3’) primert alkalmaztuk. A PCR reakció összemérési térfogata 1 mintára: 5,6 µL PCR tisztaságú steril víz, 10 µL DreamTaq Green 2× PCR Master Mix, 0,2–0,2 µL (10 pmol/µl) primerek és 4 µL izolált bakteriális genomi DNS. A reakció negatív kontrollja PCR minőségű steril víz volt. A PCR berendezés programjának paraméterei a következők voltak: 95 °C 4 perc, majd 40 cikluson keresztül 95 °C 20 másodperc, 54 °C 30 másodperc, 72 °C 1 perc, végül 72 °C 5 perc.

A PCR reakció során képződött DNS szakaszok elválasztáshoz 5 µL mintát vizsgáltunk 1%-os agaróz gélben. DNS méretmarker a GeneRuler 1 kb Plus DNA Ladder (Thermo Fisher Scientific) volt. A vizsgált DNS mintát további PCR vizsgálatra alkalmasnak értékeltük, amennyiben az amplifikált DNS fragment kópiáinak hossza a várt méret (~1500 bp) szerint alakult.

Következő lépésben a minták S. marcescens-specifikus PCR vizsgálata és a gélelektroforézis történt a 3.2. In vitro kísérletes vizsgálatok című alfejezetben ismertetett módon. Az eredményeket jelenlét-hiány elv alapján értékeltük.

A módszer megfelelőségének ellenőrzése céljából kontrollvizsgálatban tejminták PCR eredményeit hasonlítottuk össze a néhány esetben meglévő API (bioMérieux, Budapest, Magyarország) vizsgálat eredményeivel. A módszert ezt követően alkalmaztuk S. marcescens jelenlétének nyers és pasztőrözött tejekből történő kimutatására.

4. Eredmények

In silico vizsgálatainkban a primerek homológia vizsgálata során azok elsősorban S. marcescens kromoszóma genomokkal mutattak hasonlóságot. Találtunk azonban egyezést S. rubidaea és S. nematodiphila törzseknél és néhány nem Serratia fajnál is. Az eredményeket figyelembe vettük a SnapGene szoftveres vizsgálatainkhoz tervezett referencia genomok kiválasztásánál. További vizsgálat szükségességét indokolta, hogy a megfelelő homológia, a bázisok illeszkedése még nem jelenti automatikusan egy PCR reakció megvalósulását, mert például a primerek iránya, olvadási hőmérséklete és a képződő PCR termék mérete is meghatározó.

A SnapGene vizsgálatban PCR reakciókat a következő paraméterek mellett prediktáltunk: elemzéseinket legalább 15 bázis egyezése és eltérés (ún. single isolated mismatch) kizárása mellett végeztük. Az olvadási hőmérséklet (melting temperature) legkisebb értéke 50 °C, az amplifikáció eredményeképpen keletkezett fragmentum maximális hossza pedig 3 kbp volt.

Ahogy a 3. táblázatban látható, a Serratia2-for és Serratia2-rev primerpár S. marcescens genomokra illesztve minden esetben mutatott amplifikációt. A PCR reakció általában hat-hét amplikont is eredményezett a 16S rDNS szakaszokon. Az Fpfs1–Rpfs2 és a FluxS1–RluxS2 primerpárok tapadási helye a 16S rDNS-en kívül található a legtöbb S. marcescens törzsben, viszont néhány esetben nem mutattak in silico amplifikációt, érzékenységük tehát nem bizonyult megfelelőnek. A negatív kontroll genomoknál a Serratia2-for és Serratia2-rev primerpár néhány esetben PCR reakció lezajlását jelzi előre bizonyos S. rubidaea és S. nematodiphila törzseknél. Az Fpfs1–Rpfs2 primerek alkalmazásával a PCR reakció egy S. nematodiphila törzs esetén játszódna le. A FluxS1–RluxS2 primerek nem jelezték előre reakció lezajlását egyik választott negatív kontroll genomon sem (3. táblázat).

Az in vitro kísérletekben a pozitív kontrollnak választott S. marcescens genomokon mindhárom primerpár adott jelet a várt fragmentméret szerint, és egyik sem adott jelet a negatív kontrollokon. A Serratia2-for és Serratia2-rev primerpárral végzett vizsgálatot mutatja be a 2. ábra. A negatív mintáknál az 50 bp magasságban megjelenő gyenge jeleket a melléktermékként keletkező aspecifikus DNS darabok, a primer-dimerek felszaporodása okozza.

Az in silico analízisek és az in vitro vizsgálatok eredményei alapján további munkánkhoz a Serratia2-for és Serratia2-rev primereket ítéltük megfelelőnek, annak ellenére, hogy azok specifikussága nem tökéletes. A döntés alapja egyrészt a S. marcescens előfordulásának valószínűsíthető gyakorisága, másrészt a fals negatív vizsgálati eredmények elkerülésének a fontossága volt.

A beállított módszer megfelelőségét ellenőrizendő, kontroll vizsgálatban üzemi tejmintákat teszteltünk. A tejminták (n=10) közül néhány rózsaszínes elszíneződést mutatott. Vizsgálati módszerünkkel kilenc mintát pozitívnak ítéltünk a keresett mikrobára. A minták közül négy esetében API vizsgálati eredménnyel is rendelkeztünk. A négy API-pozitív minta a PCR vizsgálatban is pozitívnak bizonyult. A módszert ezt követően alkalmaztuk S. marcescens nyers és pasztőrözött tejekből történő kimutatására.

A tejminták egy része barackos-rózsaszínes elszíneződést mutatott (3. ábra), ez azonban számos esetben nem volt egyértelmű, a halvány vagy sárgásba hajló színárnyalat miatt. Összesen 60 minta vizsgálatát végeztük el. Ebből 32 db (53,3%) pozitív és 28 db (46,7%) negatív eredményt adott S. marcescens jelenlétére.

A 4. ábrán egyik vizsgálatunk eredményét, a gélelektroforézissel végzett elválasztás képét mutatjuk be. Jól látható, hogy a pozitív kontroll törzs pozitív, a negatív kontroll minta negatív jelet adott, mindemellett három vizsgálati minta esetében pozitív jelet kaptunk. A negatív mintáknál megjelenő gyenge jeleket ebben az esetben is a primer-dimerek felszaporodása okozta.

2. ábra. Serratia2-for és Serratia2-rev primerpárral végzett PCR vizsgálat eredménye választott baktériumtörzsek genomján. Sorok: 1. Serratia marcescens 551R; 2. Serratia marcescens 1911; 3. Lactobacillus delbrueckii subsp. delbrueckii 0801; 4. Streptococcus thermophilus 1102; 5. Enterococcus faecalis 1101; 6. Micrococcus luteus CLTB1; 7. Negatív kontroll (steril víz); M: Molekulasúly marker
3. ábra. Tejminták. Baloldali minta: Serratia marcescens-negatív, jobboldali minta: Serratia marcescens-pozitív a PCR vizsgálat eredménye alapján
4. ábra. Serratia marcescens-specifikus PCR vizsgálat gélelektroforézis képe. 1.–7.: Tejminták; K+: Pozitív kontroll (Serratia marcescens genomi DNS); K-: Negatív kontroll (steril víz); M: Molekulasúly marker

5. Megbeszélés

Eredményeink értékelésekor fontos figyelembe venni, hogy a PCR vizsgálat a mintában található cél DNS amplifikálására, detektálására alkalmas módszer, amelynek alapján nem lehet megállapítani, hogy az amplifikált S. marcescens-specifikus DNS vajon szaporodóképes, elpusztult, vagy ún. VBNC állapotú sejtekből származik-e. VBNC („viable but not culturable”) állapotban a sejtek életképesek, metabolikusan aktívak, viszont klasszikus, tenyésztéses módszerekkel nem szaporíthatók fel. Az állapot reverzibilis.

Munkánk célja S. marcescens kimutatását szolgáló klasszikus PCR módszer beállítása volt. Az alkalmazott vizsgálati eljárással elvégezhető a tejminták elszíneződésének hátterében álló S. marcescens szennyeződés kvalitatív meghatározása.

Noha itt bemutatott kísérleteinkben a pigmenttermelő S. marcescens kimutatására összpontosítottunk, egy jövőbeli, nemzetség-szintű vizsgálat során mind a 20 Serratia faj (1. táblázat) azonosítása megvalósulhatna. A többi Serratia faj detektálásának jelentőségét az adja, hogy jóllehet a Pseudomonas nemzetség a hűtött nyerstej romlásának legfőbb okozója, ismeretesek a Serratia fajok e tekintetben kimutatható veszélyei is [56]. Pseudomonas törzsekkel együtt ugyanis számos esetben Serratia törzseket is azonosítottak a tej romlásának okozóiként. A Serratia nemzetség tagjait kimutatták tejfeldolgozó üzemekben [3, 12], 4 °C-on tárolt nyerstej-mintákban [56, 57, 58] és tejtartályokban is [59]. Grimont és Grimont [9] már másfél évtizeddel ezelőtt megállapította, hogy a nyerstej-tételek esetenként Serratia fajokkal szennyeződhetnek, a tejtermékekben megjelenő leggyakoribb fajok pedig a S. liquefaciens és a S. grimesii.

A pszichrotróf Serratia fajok (például a S. liquefaciens) nyerstejben való előfordulása a hőkezelés után is minőségroimlást okozhat. Baglinière és munkatársai úgy találták, hogy a S. liquefaciens által termelt hőstabil Ser2 proteáz az UHT tej destabilizációjának jelentős tényezője lehet [11, 60].

Következtetésképpen megállapítható, hogy érdekes és hiánypótló kutatás lenne egy nemzetség-szintű vizsgálat, amelynek révén lehetőség nyílna a nyerstejek ilyen szempontú monitorozására, a Serratia fajok széleskörű detektálására. Az eredmények vélhetően nemcsak a tejgazdaság, tejipar szereplői számára nyújtanának hasznos információkat, hanem a hazai szabályozási és ellenőrzési gyakorlatra is hatással lehetnének.

6. Irodalom

[1] Friman, M.J., Eklund, M.H., Pitkälä, A.H., Rajala-Schultz, P.J., Rantala, M.H.J. (2019): Description of two Serratia marcescens associated mastitis outbreaks in Finnish dairy farms and a review of literature. Acta Veterinaria Scandinavica. 61, pp. 54. https://doi.org/10.1186/s13028-019-0488-7

[2] Joyner, J., Wanless, D., Sinigalliano, C.D., Lipp, E.K. (2014): Use of quantitative real-time PCR for direct detection of Serratia marcescens in marine and other aquatic environments. Applied and Environmental Microbiology. 80, pp. 1679-1683. https://doi.org/10.1128/AEM.02755-13

[3] Cleto, S., Matos, S., Kluskens, L., Vieira, M.J. (2012): Characterization of contaminants from a sanitized milk processing plant. PLoS ONE. 7(6), e40189. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0040189

[4] Langsrud, S., Møretrø, T., Sundheim, G. (2003): Characterization of Serratia marcescens surviving in disinfecting footbaths. Journal of Applied Microbiology. 95, pp. 186-195. https://doi.org/10.1046/j.1365-2672.2003.01968.x

[5] Møretrø, T., Langsrud, S. (2017): Residential bacteria on surfaces in the food industry and their implications for food safety and quality. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety. 16, pp. 1022-1041. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12283

[6] Iwaya, A., Nakagawa, S., Iwakura, N., Taneike, I., Kurihara, M., Kuwano, T., Gondaira, F., Endo, M., Hatakeyama, K., Yamamoto, T. (2005): Rapid and quantitative detection of blood Serratia marcescens by a real-time PCR assay: Its clinical application and evaluation in a mouse infection model. FEMS Microbiology Letters. 248, pp. 163-170. https://doi.org/10.1016/j.femsle.2005.05.041

[7] Bayramoglu, G., Buruk, K., Dinc, U., Mutlu, M., Yilmaz, G., Aslan, Y. (2011): Investigation of an outbreak of Serratia marcescens in a neonatal intensive care unit. Journal of Microbiology, Immunology and Infection. 44, pp. 111-115. https://doi.org/10.1016/j.jmii.2010.02.002

[8] Moradigaravand, D., Boinett, C.J., Martin, V., Peacock, S.J., Parkhill, J. (2016): Recent independent emergence of multiple multidrug-resistant Serratia marcescens clones within the United Kingdom and Ireland. Genome Research. 26, pp. 1101-1109. https://doi.org/10.1101/gr.205245.116

[9] Grimont, F., Grimont, P.A.D. (2006): The genus Serratia. Prokaryotes. 6, pp. 219-244. https://doi.org/10.1007/0-387-30746-X_11

[10] Sandner-Miranda, L., Vinuesa, P., Cravioto, A., Morales-Espinosa, R. (2018): The genomic basis of intrinsic and acquired antibiotic resistance in the genus Serratia. Frontiers in Microbiology. 9, pp. 828. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.00828

[11] Baglinière, F., Tanguy, G., Salgado, R.L., Jardin, J., Rousseau, F., Robert, B., Harel-Oger, M., Dantas Vanetti, M.C., Gaucheron, F. (2017): Ser2 from Serratia liquefaciens L53: A new heat stable protease able to destabilize UHT milk during its storage. Food Chemistry. 229, pp. 104-110. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.02.054

[12] Salgado, C.A., Baglinière, F., Vanetti, M.C.D. (2020): Spoilage potential of a heat-stable lipase produced by Serratia liquefaciens isolated from cold raw milk. LWT - Food Science and Technology. 126, 109289. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2020.109289

[13] Barnum, D.A., Thackeray, E.L., Fish, N.A. (1958): An outbreak of mastitis caused by Serratia marcescens. Canadian Journal of Comparative and Medical Veterinary Science. 22, pp. 392-395.

[14] Malik, K., Tokkas, J., Goyal, S. (2012): Microbial pigments: A review. International Journal of Microbial Resource Technology. 1 (4), pp. 361-365.

[15] Petersen, L.M., Tisa, L.S. (2013): Friend or foe? A review of the mechanisms that drive Serratia towards diverse lifestyles. Canadian Journal of Microbiology. 59, pp. 627-640. https://doi.org/10.1139/cjm-2013-0343

[16] Darshan, N., Manonmani, H.K. (2015): Prodigiosin and its potential applications. Journal of Food Science and Technology. 52, pp. 5393-5407. https://doi.org/10.1007/s13197-015-1740-4

[17] Srimathi, R., Priya, R., Nirmala, M., Malarvizhi, A. (2017): Isolation, identification, optimization of prodigiosin pigment produced by Serratia marcescens and its applications. International Journal of Latest Engineering and Management Research. 2 (9), pp. 11-21.

[18] Giri, A.V., Anandkumar, N., Muthukumaran, G., Pennathur, G. (2004): A novel medium for the enhanced cell growth and production of prodigiosin from Serratia marcescens isolated from soil. BMC Microbiology. 4, pp. 11. https://doi.org/10.1186/1471-2180-4-11

[19] Mahlen, S.D. (2011): Serratia infections: From military experiments to current practice. Clinical Microbiology Reviews. 24, pp. 755-791. https://doi.org/10.1128/CMR.00017-11

[20] Analyzer of Bio-resource Citations (2020): Microorganism Search for Paper, Patent, Genome and Nucleotic. http://abc.wfcc.info/index.jsp. Hozzáférés 2020.04.21.

[21] Birla Institute of Scientific Research, Bioinformatics Centre (2015): Database of Biochemical Tests of Pathogenic Enterobacteriaceae Family. https://bioinfo.bisr.res.in/cgi-bin/project/docter/serratia.cgi. Hozzáférés 2020.04.21.

[22] LPSN (2020): List of Prokaryotic Names with Standing in Nomenclature. https://lpsn.dsmz.de/genus/serratia. Hozzáférés 2020.04.21.

[23] Kämpfer, P., Glaeser, S.P. (2016): Serratia aquatilis sp. nov., isolated from drinking water systems. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 66, pp. 407-413. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.000731

[24] Grimont, P.A.D., Jackson, T.A., Ageron, E., Noonan, M.J. (1988): Serratia entomophila sp. nov. associated with amber disease in the New Zealand grass grub Costelytra zealandica. International Journal of Systematic Bacteriology. 38, pp. 1-6. https://doi.org/10.1099/00207713-38-1-1

[25] Grimont, P.A.D., Grimont, F., Starr, M.P. (1979): Serratia ficaria sp. nov., a bacterial species associated with Smyrna figs and the fig wasp Blastophaga psenes. Current Microbiology. 2, pp. 277-282. https://doi.org/10.1007/BF02602859

[26] Anahory, T., Darbas, H., Ongaro, O., Jean-Pierre, H., Mion, P. (1998): Serratia ficaria: A misidentified or unidentified rare cause of human infections in fig tree culture zones. Journal of Clinical Microbiology. 36, pp. 3266-3272. https://doi.org/10.1128/JCM.36.11.3266-3272.1998

[27] Gavini, F., Ferragut, C., Izard, D., Trinel, P.A., Leclerc, H., Lefebvre, B., Mossel, D.A.A. (1979): Serratia fonticola, a new species from water. International Journal of Systematic Bacteriology. 29, pp. 92-101. https://doi.org/10.1099/00207713-29-2-92

[28] Grimont, P.A.D., Grimont, F., Irino, K. (1982): Biochemical characterization of Serratia liquefaciens sensu stricto, Serratia proteamaculans, and Serratia grimesii sp. nov.. Current Microbiology. 7, pp. 69-74. https://doi.org/10.1007/BF01568416

[29] Hennessy, R.C., Dichmann, S.I., Martens, H.J., Zervas, A., Stougaard, P. (2020): Serratia inhibens sp. nov., a new antifungal species isolated from potato (Solanum tuberosum). International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 70, pp. 4204-4211. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.004270

[30] Bizio, B. (1823): Lettera di Bartolomeo Bizio al chiarissimo canonico Angelo Bellani sopra il fenomeno della polenta porporina. Biblioteca Italiana, o sia Giornale di Letteratura, Scienze, e Arti (Anno VIII). 30, pp. 275-295.

[31] Williams, R.P., Gott, C.L., Qadri, S.M.H., Scott, R.H. (1971): Influence of temperature of incubation and type of growth medium on pigmentation in Serratia marcescens. Journal of Bacteriology. 106, pp. 438-443. https://doi.org/10.1128/JB.106.2.438-443.1971

[32] Wang, J., Zheng, M.L., Jiao, J.Y., Wang, W.J., Li, S., Xiao, M., Chen, C., Qu, P.H., Li, W.J. (2019): Serratia microhaemolytica sp. nov., isolated from an artificial lake in Southern China. Antonie Van Leeuwenhoek. 112, pp. 1447-1456. https://doi.org/10.1007/s10482-019-01273-9

[33] García-Fraile, P., Chudíčková, M., Benada, O., Pikula, J., Kolařík, M. (2015): Serratia myotis sp. nov. and Serratia vespertilionis sp. nov., isolated from bats hibernating in caves. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 65, pp. 90-94. https://doi.org/10.1099/ijs.0.066407-0

[34] Zhang, C.X., Yang, S.Y., Xu, M.X., Sun, J., Liu, H., Liu, J.R., Liu, H., Kan, F., Sun, J., Lai, R., Zhang, K.Y. (2009): Serratia nematodiphila sp. nov., associated symbiotically with the entomopathogenic nematode Heterorhabditidoides chongmingensis (Rhabditida: Rhabditidae). International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 59, pp. 1603-1608. https://doi.org/10.1099/ijs.0.003871-0

[35] Grimont, P.A.D., Grimont, F., Richard, C., Davis, B.R., Steigerwalt, A.G., Brenner, D.J. (1978): Deoxyribonucleic acid relatedness between Serratia plymuthica and other Serratia species, with a description of Serratia odorifera sp. nov. (type strain: ICPB 3995). International Journal of Systematic Bacteriology. 28, pp. 453-463. https://doi.org/10.1099/00207713-28-4-453

[36] Van Houdt, R., Moons, P., Jansen, A., Vanoirbeek, K., Michiels, C.W. (2005): Genotypic and phenotypic characterization of a biofilm-forming Serratia plymuthica isolate from a raw vegetable processing line. FEMS Microbiology Letters. 246, pp. 265-272. https://doi.org/10.1016/j.femsle.2005.04.016

[37] Zhang, C.W., Zhang, J., Zhao, J.J., Zhao, X., Zhao, D.F., Yin, H.Q., Zhang, X.X. (2017): Serratia oryzae sp. nov., isolated from rice stems. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 67, pp. 2928-2933. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.002049

[38] Lehman, K.B., Neumann, R. (1896): Atlas und Grundriss der Bakeriologie und Lehrbuch der Speziellen Bakteriologischen Diagnostik, Volume 11st Ed. J.F. Lehmann, München.

[39] Breed, R.S., Murray, E.G.D., Hitchens, A.P. (Eds.) (1948): Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology, 6th ed. Williams and Wilkins Co., Baltimore, MD, USA. pp. 1-1529.

[40] Paine, S.G., Stansfield, H. (1919): Studies in bacteriosis. III. A bacterial leaf spot disease of Peotea cynaroides, exhibiting a host reaction of possibly bacteriolytic nature. Annals of Applied Biology. 6, pp. 27-39. https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.1919.tb05299.x

[41] Grimont, P.A.D., Grimont, F., Starr, M.P. (1978): Serratia proteamaculans (Paine and Stansfield) comb. nov., a senior subjective synonym of Serratia liquefaciens (Grimes and Hennerty) Bascomb et al. International Journal of Systematic Bacteriology. 28, pp. 503-510. https://doi.org/10.1099/00207713-28-4-503

[42] Ashelford, K.E., Fry, J.C., Bailey, M.J., Day, M.J. (2002): Characterization of Serratia isolates from soil, ecological implications and transfer of Serratia proteamaculans subsp. quinovora Grimont et al. 1982 to Serratia quinovorans corrig., sp. nov.. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 52, pp. 2281-2289. https://doi.org/10.1099/00207713-52-6-2281

[43] Stapp, C. (1940): Bacterium rubidaeum nov. spec. Zentralblatt für Bakteriologie, Parasitenkunde, Infektionskrankheiten und Hygiene, Abt. II. 102, pp. 252-260.

[44] Ewing, W.H., Davis, B.R., Fife, M.A., Lessel, E.F. (1973): Biochemical characterization of Serratia liquefaciens (Grimes and Hennerty) Bascomb et al. (formerly Enterobacter liquefaciens) and Serratia rubidaea (Stapp) comb. nov. and designation of type and neotype strains. International Journal of Systematic Bacteriology. 23, pp. 217-225. https://doi.org/10.1099/00207713-23-3-217

[45] Sabri, A., Leroy, P., Haubruge, E., Hance, T., Frère, I., Destain, J., Thonart, P. (2011): Isolation, pure culture and characterization of Serratia symbiotica sp. nov., the R-type of secondary endosymbiont of the black bean aphid Aphis fabae. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 61, pp. 2081-2088. https://doi.org/10.1099/ijs.0.024133-0

[46] Bhadra, B., Roy, P., Chakraborty, R. (2005): Serratia ureilytica sp. nov., a novel urea-utilizing species. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 55, pp. 2155-2158. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63674-0

[47] Starr, M.P., Grimont, P.A.D., Grimont, F., Starr, P.B. (1976): Caprylate-thallous agar medium for selectively isolating Serratia and its utility in the clinical laboratory. Journal of Clinical Microbiology. 4, pp. 270-276.

[48] BioMérieux (2015): API & ID 32 Identification Databases. https://www.biomerieux-diagnostics.com/sites/clinic/files/9308960-002-gb-b-apiweb-booklet.pdf. Hozzáférés 2020.04.02.

[49] Primerdesign (2019): Serratia marcescens Genesig kit. https://www.genesig.com/products/9405-serratia-marcescens. Hozzáférés 2020.04.02.

[50] Hejazi, A., Keane, C.T., Falkiner, F.R. (1997): The use of RAPD-PCR as a typing method for Serratia marcescens. Journal of Medical Microbiology. 46, pp. 913-919. https://doi.org/10.1099/00222615-46-11-913

[51] Zhu, H., Zhou, W.Y., Xu, M., Shen, Y.L., Wei, D.Z. (2007): Molecular characterization of Serratia marcescens strains by RFLP and sequencing of PCR-amplified 16S rDNA and 16S-23S rDNA intergenic spacer. Letters in Applied Microbiology. 45. pp. 174-178. https://doi.org/10.1111/j.1472-765X.2007.02166.x

[52] Bussalleu, E., Althouse, G.C. (2018): A PCR detection method for discerning Serratia marcescens in extended boar semen. Journal of Microbiological Methods. 151, pp. 106-110. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2018.06.012

[53] Zhu, H., Sun, S.J., Dang, H.Y. (2008): PCR detection of Serratia spp. using primers targeting pfs and luxS genes involved in AI-2-dependent quorum sensing. Current Microbiology. 57, pp. 326-330. https://doi.org/10.1007/s00284-008-9197-6

[54] National Center for Biotechnology Information (2020): Search database. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/. Hozzáférés 2020.03.20.

[55] Insightful Science (2020): SnapGene Software. https://www.snapgene.com/. Hozzáférés 2020.03.20.

[56] Machado, S.G., Baglinière, F., Marchand, S., Van Coillie, E., Vanetti, M.C.D., De Block, J., Heyndrick, M. (2017): The biodiversity of the microbiota producing heat-resistant enzymes responsible for spoilage in processed bovine milk and dairy products. Frontiers in Microbiology. 8, p. 302. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00302

[57] Lafarge, V., Ogier, J.C., Girard, V., Maladen, V., Leveau, J.Y., Gruss, A., Delacroix-Buchet, A. (2004): Raw cow milk bacterial population shifts attributable to refrigeration. Applied and Environmental Microbiology. 70, pp. 5644-5650. https://doi.org/10.1128/AEM.70.9.5644-5650.2004

[58] Ribeiro Jr., J.C., de Oliveira, A.M., de G. Silva, F., Tamanini, R., de Oliveira, A.L.M., Beloti, V. (2018): The main spoilage-related psychrotrophic bacteria in refrigerated raw milk. Journal of Dairy Science. 101, pp. 75-83. https://doi.org/10.3168/jds.2017-13069

[59] Decimo, M., Morandi, S., Silvetti, T., Brasca, M. (2014): Characterization of gram-negative psychrotrophic bacteria isolated from Italian bulk tank milk. Journal of Food Science. 79, pp. 81-90. https://doi.org/10.1111/1750-3841.12645

[60] Baglinière, F., Salgado, R.L., Salgado, C.A., Dantas Vanetti, M.C. (2017): Biochemical characterization of an extracellular heat-stable protease from Serratia liquefaciens isolated from raw milk. Journal of Food Science. 82, pp. 952-959. https://doi.org/10.1111/1750-3841.13660

Tovább a cikk olvasásához


Legfrissebb szám



Támogató és együttműködő partnereink

TÉMAKERESÉS